Introduction
L'épithélium pigmentaire rétinien (EPR) est une monocouche de cellules pigmentées qui jouxte directement les photorécepteurs de la rétine. Il joue de nombreux rôles importants dans la vision et dans le maintien de la santé et de l'intégrité de la rétine (Strauss, 2005). Différents modèles in vitro d'EPR humain ont été développés au cours des dernières décennies : EPR fœtal (Song et Lui, 1990), lignées cellulaires d'EPR immortalisées telles que ARPE19 (Dunn et al.., Cette brève revue détaille comment les RPE hiPSC et ARPE19 se comparent aux RPE fœtales (fRPE) en termes de morphologie, d'expression de marqueurs et de fonctionss.
Morphologie des cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes
Quelques semaines après avoir atteint la confluence, les hiPSC-RPE présentent une morphologie polygonale et pigmentée caractéristique, similaire aux fRPE (Buchholz et al., 2009 ; Gamm et al.,2008). Dans des conditions de culture standard, les cellules ARPE19 présentent typiquement une morphologie moins régulière et une absence de pigmentation (pour les passages disponibles dans le commerce), tandis que l'utilisation de milieux spécifiques et une culture à long terme -2-6 mois- peuvent conduire à une morphologie plus polygonale et pigmentée (Ahmado et al., 2011 ; Luo et al.,2006).
Sur le plan ultrastructurel, les hiPSC-RPE et les fRPE présentent de nombreuses microvillosités apicales et des mélanosomes contenant de la mélanine (Carr et al., 2009 ; Maminishkis etal., 2006). Les microvillosités apicales sont également observées dans les cellules ARPE19, tandis que les granules de mélanine sont beaucoup moins répandus (Dunn et al., 1996)
Profil d'expression des ARN et des protéines.
De nombreux marqueurs spécifiques des fonctions clés des EPR sont exprimés de manière similaire dans les EPRf et les hiPSC-RPE, alors qu'ils sont exprimés de manière différentielle dans les ARPE19. Parmi les 154 gènes natifs de signature de l'EPR (Strunnikova et al., 2010), 43 d'entre eux étaient régulés à la baisse dans l'ARPE19 contre 3 à 5 d'entre eux dans plusieurs lignées indépendantes de hiPSC-RPE (Kamao et al., 2014). Les gènes exprimés à des niveaux réduits dans ARPE19 incluent des marqueurs clés de l'EPR tels que la tyrosinase, PMEL17, RPE65, RLBP1 et BEST1 (Ablonczy et al., 2011 ; Kamao et al.,2014 ; Klimanskaya et al., 2004). D'autres études transcriptomiques montrent un regroupement des hiPSC-RPE avec les fRPE, tandis que les ARPE19 se trouvent dans un groupe différent (Kamao et al., 2014 ; Smith et al., 2019). En outre, le métabolome des fRPE et des hiPSC-RPE est étroitement lié (Krohne et al., 2012)
Fonctions des cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes
Barrière épithéliale
Les jonctions serrées entre les cellules de l'EPR permettent la formation d'une barrière épithéliale, dont la résistance transépithéliale (RET) peut être mesurée. Alors que la TER des ARPE19 est comprise entre 50 et 90 Ω/cm2 après 4 à 6 semaines de culture (Dunn et al., 1996), les monocouches de fRPE atteignent généralement environ 250-500 Ω/cm2(Ablonczy et al., 2011 ; Maminishkiset al., 2006), comme les hiPSC-RPE (Brandl et al., 2014 ; Kamao et al.,2014).
Phagocytose
La clairance quotidienne des segments de photorécepteurs (POS) est une tâche clé effectuée par les EPR in vivo (Strauss, 2005). Les trois modèles d'EPR in vitro sont capables de phagocyter les POS (Buchholz et al., 2009 ; Lin et Clegg, 1998 ; Mukherjee et al., 2007). Cependant, hiPSC-RPE et fRPE présentent une dynamique de liaison et d'internalisation des POS plus similaire à celle de ARPE19 (Westenskow et al., 2012).
Sécrétion de facteurs de croissance
In vivo, les cellules de l'EPR sécrètent deux principaux facteurs de croissance : PEDF, vers le côté apical, et VEGF vers le côté basal. Ce schéma polarisé de sécrétion est observé in vitro dans les RPEf (Maminishkis et al., 2006) et les hiPSC-RPE (Kokkinaki et al., 2011 ; Maruotti etal., 2013). En revanche, dans les ARPE19, la sécrétion de VEGF dans des conditions de culture standard est principalement dirigée vers le côté apical (Ablonczy et al., 2011 ; Ahmado etal., 2011), tandis que la sécrétion de PEDF est correctement polarisée
Cycle visuel
Les photorécepteurs sont dépourvus de la fonction cis-transisomérase, et sont donc incapables de régénérer le rétinal tout-trans en rétinal 11-cis, après la conversion biologique d'un photon en un signal électrique (Baehr et al., 2003). La réisomérisation de l'all-trans-rétinal en 11-cis-rétinal est effectuée par l'EPR. Comme les ARPE19 ont une expression faible ou absente des protéines clés impliquées dans le recyclage des rétinoïdes, telles que RPE65 et RLBP1, elles sont incapables de convertir correctement le rétinal tout-trans en rétinal-11-cis (Ablonczy et al., 2011 ; Maeda et al.,2013). Au contraire, les fRPE et hiPSC-RPE ont un cycle visuel fonctionnel et réisomérisent le rétinal all-trans en 11-cis-rétinal (Ablonczy et al., 2011 ; Maeda et al.,2013 ; Muniz et al., 2014).
Evaluation de la cytotoxicité
Les cellules hiPSC-RPE présentent une réponse similaire à celle des fRPE lorsqu'elles sont traitées avec un agent cytotoxique tel que l'activateur du plasminogène tissulaire recombinant (rtPA), tandis que la lignée cellulaire ARPE19 présente une tolérance à une concentration plus élevée de rtPA, ce qui la rend moins prédictive des effets cytotoxiques (Kamao et al., 2019)
Conclusion
La disponibilité et la facilité de culture de lignées cellulaires d'EPR immortalisées, telles que ARPE19, en ont fait des outils utiles pour modéliser certains aspects de la biologie des EPR. Cependant, les lignées d'EPR immortalisés diffèrent considérablement des EPRf cultivés en ce qui concerne la morphologie, l'expression des marqueurs et, plus important encore, les fonctions clés des EPR. Avec les récents progrès de la technologie des cellules souches, un nouveau modèle d'EPR humain est devenu disponible : les hiPSC-RPE non seulement ressemblent étroitement aux EPRf en termes de morphologie, d'expression des marqueurs et de fonctionnalité, mais ils représentent également une alternative rentable disponible en quantité pratiquement illimitée.
Fetal RPE | ARPE19 | hiPSC-RPE | |
Morphologie | ++ | + | ++ |
Expression de marqueurs | ++ | + | ++ |
Fonctions | ++ | + | ++ |
Etude de maladies génétiques | - | - | +++ |
Disponibilité | - | + | ++ |
Coûts | $$$ | $ | $$ |
Tableau de comparaison de trois modèles de cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes: Fetal RPE, ARPE19 & hiPCS-RPE
References
Carr,A.J., Vugler, A.A., Hikita, S.T., Lawrence, J.M., Gias, C., Chen, L.L.,Buchholz, D.E., Ahmado, A., Semo, M., Smart, M.J., Hasan, S., da Cruz, L.,Johnson, L.V., Clegg, D.O., Coffey, P.J., 2009. Protective effects of humaniPS-derived retinal pigment epithelium cell transplantation in the retinaldystrophic rat. PLoS One 4, e8152.
Dunn,K.C., Aotaki-Keen, A.E., Putkey, F.R., Hjelmeland, L.M., 1996. ARPE-19, a humanretinal pigment epithelial cell line with differentiated properties. Exp EyeRes 62, 155-169.
Gamm,D.M., Melvan, J.N., Shearer, R.L., Pinilla, I., Sabat, G., Svendsen, C.N.,Wright, L.S., 2008. A novel serum-free method for culturing human prenatalretinal pigment epithelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci 49, 788-799.
Kamao,H., Mandai, M., Okamoto, S., Sakai, N., Suga, A., Sugita, S., Kiryu, J.,Takahashi, M., 2014. Characterization of human induced pluripotent stemcell-derived retinal pigment epithelium cell sheets aiming for clinicalapplication. Stem Cell Reports 2, 205-218.
Kamao,H., Miki, A., Kiryu, J., 2019. Evaluation of Retinal Pigment Epithelial CellCytotoxicity of Recombinant Tissue Plasminogen Activator Using Human-InducedPluripotent Stem Cells. J Ophthalmol 2019, 7189241.
Klimanskaya,I., Hipp, J., Rezai, K.A., West, M., Atala, A., Lanza, R., 2004. Derivation andcomparative assessment of retinal pigment epithelium from human embryonic stemcells using transcriptomics. Cloning Stem Cells 6, 217-245.
Kokkinaki,M., Sahibzada, N., Golestaneh, N., 2011. Human iPS-Derived Retinal PigmentEpithelium (RPE) Cells Exhibit Ion Transport, Membrane Potential, PolarizedVEGF Secretion and Gene Expression Pattern Similar to Native RPE. Stem Cells29, 825-835.
Krohne,T.U., Westenskow, P.D., Kurihara, T., Friedlander, D.F., Lehmann, M., Dorsey,A.L., Li, W., Zhu, S., Schultz, A., Wang, J., Siuzdak, G., Ding, S.,Friedlander, M., 2012. Generation of retinal pigment epithelial cells fromsmall molecules and OCT4 reprogrammed human induced pluripotent stem cells.Stem Cells Transl Med 1, 96-109.
Lin, H.,Clegg, D.O., 1998. Integrin alphavbeta5 participates in the binding ofphotoreceptor rod outer segments during phagocytosis by cultured human retinalpigment epithelium. Invest Ophthalmol Vis Sci 39, 1703-1712.
Luo,Y., Fukuhara, M., Weitzman, M., Rizzolo, L.J., 2006. Expression of JAM-A, AF-6,PAR-3 and PAR-6 during the assembly and remodeling of RPE tight junctions.Brain Res 1110, 55-63.
Maeda,T., Lee, M.J., Palczewska, G., Marsili, S., Tesar, P.J., Palczewski, K.,Takahashi, M., Maeda, A., 2013. Retinal pigmented epithelial cells obtainedfrom human induced pluripotent stem cells possess functional visual cycleenzymes in vitro and in vivo. J Biol Chem 288, 34484-34493.
Maminishkis,A., Chen, S., Jalickee, S., Banzon, T., Shi, G., Wang, F.E., Ehalt, T., Hammer,J.A., Miller, S.S., 2006. Confluent monolayers of cultured human fetal retinalpigment epithelium exhibit morphology and physiology of native tissue. InvestOphthalmol Vis Sci 47, 3612-3624.
Maruotti,J., Wahlin, K., Gorrell, D., Bhutto, I., Lutty, G., Zack, D.J., 2013. A simpleand scalable process for the differentiation of retinal pigment epithelium fromhuman pluripotent stem cells. Stem Cells Transl Med 2, 341-354.
Mukherjee,P.K., Marcheselli, V.L., de Rivero Vaccari, J.C., Gordon, W.C., Jackson, F.E.,Bazan, N.G., 2007. Photoreceptor outer segment phagocytosis attenuatesoxidative stress-induced apoptosis with concomitant neuroprotectin D1synthesis. Proc Natl Acad Sci U S A 104, 13158-13163.
Muniz,A., Greene, W.A., Plamper, M.L., Choi, J.H., Johnson, A.J., Tsin, A.T., Wang,H.C., 2014. Retinoid uptake, processing, and secretion in human iPS-RPE supportthe visual cycle. Invest Ophthalmol Vis Sci 55, 198-209.
Osakada,F., Jin, Z.B., Hirami, Y., Ikeda, H., Danjyo, T., Watanabe, K., Sasai, Y.,Takahashi, M., 2009. In vitro differentiation of retinal cells from humanpluripotent stem cells by small-molecule induction. J Cell Sci 122, 3169-3179.
Smith,E.N., D'Antonio-Chronowska, A., Greenwald, W.W., Borja, V., Aguiar, L.R.,Pogue, R., Matsui, H., Benaglio, P., Borooah, S., D'Antonio, M., Ayyagari, R.,Frazer, K.A., 2019. Human iPSC-Derived Retinal Pigment Epithelium: A ModelSystem for Prioritizing and Functionally Characterizing Causal Variants at AMDRisk Loci. Stem Cell Reports 12, 1342-1353.
Song,M.K., Lui, G.M., 1990. Propagation of fetal human RPE cells: preservation oforiginal culture morphology after serial passage. J Cell Physiol 143, 196-203.
Strauss,O., 2005. The retinal pigment epithelium in visual function. Physiol Rev 85,845-881.
Strunnikova,N.V., Maminishkis, A., Barb, J.J., Wang, F., Zhi, C., Sergeev, Y., Chen, W.,Edwards, A.O., Stambolian, D., Abecasis, G., Swaroop, A., Munson, P.J., Miller,S.S., 2010. Transcriptome analysis and molecular signature of human retinalpigment epithelium. Hum Mol Genet 19, 2468-2486.
Westenskow, P.D., Moreno, S.K.,Krohne, T.U., Kurihara, T., Zhu, S., Zhang, Z.N., Zhao, T., Xu, Y., Ding, S.,Friedlander, M., 2012. Using Flow Cytometry to Compare the Dynamics ofPhotoreceptor Outer Segment Phagocytosis in iPS-Derived RPE Cells. InvestOphthalmol Vis Sci 53, 6282-6290.
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